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Año 1, núm. 2
Julio-diciembre, 2026
Recibido: 2026-03-18 Aceptado: 2026-05-10
Año 1, núm. 2, julio-diciembre, 2026
ISSN-e: 3101-4895
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Caracterización clínica y hematológica de la tripanosomosis
bovina crónica: un estudio de caso en sistemas de producción del
municipio Colón, Zulia, Venezuela
DOI: https://doi.org/10.5281/zenodo.21158010
Torres de Bracho, Erika Agustina
1
Correo: torr[email protected]e
Orcid: https://orcid.org/0009-0007-8053-2873
Universidad Sur del Lago. Zulia, Venezuela
Resumen
Este estudio evaluó la situación sanitaria en la Finca La Aurora, municipio Colón,
estado Zulia, con el objetivo de correlacionar el diagnóstico clínico presuntivo y
los hallazgos parasitológicos en becerros con sospecha de tripanosomosis crónica.
Se evaluaron diez animales mediante métodos clínicos, hematológicos y
parasitológicos convencionales y no convencionales. Los análisis hematológicos
revelaron anemia normocítica hipocrómica, leucocitosis, linfocitosis, neutropenia
y eosinofilia. No obstante, ninguna de las pruebas parasitológicas directas logró
evidenciar el parásito, demostrando una correlación negativa entre la signología
clínica y la sensibilidad de las técnicas tradicionales en fases crónicas. Se concluye
que las limitaciones diagnósticas impiden un veredicto definitivo mediante
parasitología convencional, por lo que se recomienda implementar pruebas de alta
sensibilidad molecular o serológica (PCR o ELISA), intensificar el control de
vectores hematófagos y optimizar el manejo sanitario integral del rebaño.
Palabras clave: Trypanosoma spp., hematología, diagnóstico molecular,
becerros, Zulia.
Clinical and hematological characterization of chronic bovine trypanosomiasis:
a case study in production systems of the Colón municipality, Zulia, Venezuela
Abstract
This study evaluated the health status at La Aurora farm, Colón municipality,
Zulia state, aiming to establish the correlation between presumptive clinical
diagnosis and parasitological findings in calves with suspected chronic
trypanosomiasis. Ten animals were examined using clinical, hematological, and
1
Técnico Superior Pecuario. Técnico Superior en Sanidad Animal. Médico Veterinario. Universidad Sur del
Lago. Zulia, Venezuela.
Sección: Artículo científico 2026, julio-diciembre, año 1, núm. 2, 181-204
Caracterización clínica y hematológica de la tripanosomosis bovina crónica: un
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both conventional and unconventional parasitological methods. Hematological
analyses revealed normocytic hypochromic anemia, leukocytosis, lymphocytosis,
neutropenia, and eosinophilia. However, none of the direct parasitological tests
detected the parasite, demonstrating a negative correlation between clinical signs
and the sensitivity of traditional techniques during chronic stages. It is concluded
that diagnostic limitations prevent a definitive verdict through conventional
parasitology; therefore, implementing highly sensitive molecular or serological
tests (PCR or ELISA), intensifying hematophagous vector control, and optimizing
comprehensive herd health management are strongly recommended.
Keywords: Trypanosoma spp., hematology, molecular diagnosis, calves, Zulia.
Introducción
En las zonas tropicales y sub tropicales, son significativas las pérdidas
económicas asociadas a innumerables patologías propias de los bovinos que las
habitan, caracterizadas por reunir factores ambientales propicios para la
proliferación de los vectores encargados de trasmitir dichas enfermedades
(Espinoza et al., 2000; Tamasaukas et al., 2010). A nivel internacional, la
persistencia de estos focos endémicos y sus factores de riesgo asociados —como
el estado nutricional y el manejo zootécnico— continúan perpetuando la
cronicidad de estas afecciones (Fesseha et al., 2023). Estas patologías son
consideradas enzoo-epizoóticas, en especial aquellas producidas por
microorganismos denominados hemotrópicos, cuya presencia altera el perfil
metabólico plasmático del hospedador sirviendo como biomarcadores sensibles
de la infección (Getahun et al., 2022). De este modo, dichos agentes constituyen
un grupo importante de enfermedades que afectan a los animales domésticos
causando grandes pérdidas económicas ya sea por muerte de los mismos o por
deterioro del organismo con la consecuente disminución de la cantidad y calidad
de sus productos y subproductos (Simoes et al., 2009; Suarez et al., 2009;
Tamasaukas et al., 2010).
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La epidemiología de estas afecciones en las explotaciones ganaderas no solo
depende de la carga de vectores, sino también de la presencia de hospederos
alternativos en el entorno. Al respecto, Rodrigues et al. (2015) demostraron que
ciertos animales pueden actuar como portadores asintomáticos o reservorios
sanos, manteniendo cargas parasitarias basales capaces de dispersar el patógeno
de forma silenciosa hacia poblaciones susceptibles. Por lo tanto, evaluar la
situación sanitaria e identificar los hallazgos parasitológicos directos se vuelve una
tarea imperativa para determinar el verdadero estatus epidemiológico del rebaño.
Entre estas noxas se cita la Tripanosomosis, enfermedad protozoaria
extracelular cuyos agentes etiológicos son Trypanosoma vivax y Trypanosoma
evansi, asociados a graves cuadros clínicos, subclínicos y crónicos, así como a
infecciones cripticas impactando la eficiencia productiva de los sistemas de
producción (Suarez et al., 2009; Murilla et al., 2016; Gupta et al., 2022). El
Trypanosoma spp, afecta a ungulados silvestres y domésticos entre los que se
encuentran bovinos, búfalos, cabras, ovejas, camellos, chigüires y ciervos de
países tropicales y subtropicales de Asia, África y América del Sur (Espinoza et
al., 2009; Suarez et al., 2009; Tamasaukas et al., 2010; Jaimes et al., 2018; Fidelis
et al., 2021; Chukwu et al., 2022; Desquesnes et al., 2022).
A pesar de la amplia gama de hospederos, es en el bovino donde el curso de
la infección ha sido mayormente estudiado debido fundamentalmente a las
implicaciones económicas, entre las que se mencionan baja eficiencia
reproductiva (Betancur et al., 2016; Bastos et al., 2020b; Monteiro et al., 2021;
Monteiro et al., 2022), costos asociados a la morbi-mortalidad, bajos índices
productivos e incremento superfluo en el inventario de reemplazo (Jaimes et al.,
2021).
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La manifestación de esta problemática en los sistemas de explotación
lechera tropical ha sido ampliamente descrita en la casuística suramericana;
investigaciones como las de Querubino et al. (2019) reportan cómo la infección
natural por Trypanosoma vivax en vacas de aptitud láctea desencadena marcados
cuadros de anemia y caídas drásticas en la producción, acentuando la necesidad
de estudiar los factores epidemiológicos específicos de cada localidad ganadera.
Aunado a estas alteraciones sistémicas, la fisiopatología del parásito
involucra mecanismos complejos de evasión inmunológica y tropismo tisular.
Tradicionalmente considerado un patógeno del compartimento vascular, estudios
recientes demostraron que posee la capacidad de invadir y persistir en diversos
órganos; destacando el hallazgo de Machado et al. (2021), quienes evidenciaron
el papel fundamental del tejido adiposo como reservorio biológico activo durante
su ciclo de vida, planteando nuevos desafíos para comprender la cronicidad en el
hospedador. Ante este complejo escenario de afectación clínica y difícil detección
en fases crónicas, la evaluación analítica a través de métodos parasitológicos
convencionales sigue siendo una herramienta fundamental en el campo,
permitiendo al clínico correlacionar de manera oportuna la sospecha
sintomatológica con la confirmación directa del hemotrópico (Fidelis et al., 2019).
Los medios más comunes para detectar infecciones por Trypanosoma spp,
incluyen entre otros, métodos serológicos (García et al., 2009; Oliveira et al.,
2019) y parasitológicos (Silva et al., 2022). Estos últimos confrontan como
inconveniente principal la baja sensibilidad en la medida que la infección tiende a
la cronicidad o a que la parasitemia se mantenga en bajos niveles (Tamasaukas et
al., 2010; Fidelis et al., 2016, 2019) pero siguen siendo los métodos más accesibles
por parte de investigadores, por ser de bajo costo y de resultados relativamente
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rápidos (Luckins, 2006; Bolívar et al., 2006; González y Meléndez, 2007;
Tamasaukas et al., 2010; Dagnachew et al., 2015; Desquesnes, 2017)
En cuanto a la Tripanosomosis, como en otras enfermedades producidas por
vectores como dípteros y quirópteros hematófagos (Alves et al., 2008; Jaimes et
al., 2018; Bastos et al., 2020a; Fetene et al., 2021; Jaimes et al., 2021), estas
técnicas de laboratorio, se deben confrontar con el cuadro clínico de los animales
afectados, considerando que la enfermedad mayoritariamente se presenta en la
forma crónica ya sea subclínica o clínica, con signos leves o moderados
relacionados con anemia crónica compensada (Olatunde et al., 2021). También
hay que tomar en cuenta que hay otras enfermedades hemotrópicas que producen
clínicas similares, por lo que deben ser categorizadas al estructurar el diagnóstico
diferencial. (Jones y Allison, 2007; Kessell, 2015; Gomide et al., 2021)
1. Materiales y métodos
1.1. Unidades biológicas
Se seleccionaron, diez becerros mestizos Pardo Suizo-Gyr, de ambos sexos
(5 machos y 5 hembras) con edades comprendidas entre 10 y 15 meses, de un peso
corporal promedio de 110 Kilogramos. Todos tenían como factor común, signos
clínicos compatibles con los estados crónicos de la Tripanosomosis bovina:
afebriles, epifora bilateral, adenopatías periféricas, condición corporal deficiente,
desarrollo corporal no acorde con la edad cronológica, presencia de múltiples
nódulos hemales, membranas mucosas pálidas, conjuntivitis folicular y edema de
la conjuntiva bulbar. En algunos animales se observó vulvitis granular.
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1.2. Signos vitales
a) Frecuencia cardiaca: se determinó usando un Estetoscopio de marca LINE. El
estetoscopio se colocó en el IV espacio intercostal izquierdo, a nivel del tercio
inferior (Pino, 2002).
Se contaron los ciclos cardiacos por unidad de tiempo (1 minuto); durante
la auscultación se contó las veces que ocurría el primero y el segundo tono en 15
segundos; y se multiplicó por 4, para que diera el número de pulsaciones por
minuto. En bovinos adultos los valores normales están en un rango de 60 a 80
pulsaciones por minuto.
b) Frecuencia respiratoria: se evaluó en los animales en estudio, colocando el
estetoscopio en el cuarto espacio intercostal, (se puede tomar de ambos lados en
el tercio medio) por encima de la línea del encuentro o en su defecto a lo largo de
la tráquea. Se contó cada ciclo respiratorio que consta de un ruido inspiratorio, una
pausa y un ruido espiratorio. Se tomó cada inspiración-espiración como una
unidad, y se contó durante 15 segundos. El resultado del conteo se multiplicó por
4, esto dio el número de respiraciones por minuto. En el bovino adulto la
frecuencia respiratoria normal es de 10-30 respiraciones por minuto. (Pino, 2012)
c) Color de las mucosas: se realizó la inspección de la mucosa de la conjuntiva
ocular y vaginal para la observación del color de las mismas y se estableció
inicialmente una escala con los colores: rojo, rojo-rosado, rosado, blanco-rosado,
y blanco. (Morales et al., 2006): a) en los ojos se examinó la conjuntiva, y se revisó
la mucosa ocular levantando los parpados, b) para observar la conjuntiva del
parpado inferior, se presionó con el dedo índice el parpado superior para hundir el
ojo y al mismo tiempo con el dedo pulgar, se bajó el parpado inferior, exponiendo
de esa manera la conjuntiva ocular, c) para examinar la conjuntiva superior se
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presionó con el dedo pulgar el parpado inferior, hundiendo así el ojo y con el dedo
índice se levantó el parpado superior, d) para la evaluación de la mucosa vaginal,
se abrió suavemente los pliegues de la vulva y se observó el color y lubricación de
la misma.
d) Toma de temperatura: para el estudio que se lleva a cabo se utilizó un
termómetro digital de uso veterinario marca Delta-Trak, que consta de un
dispositivo metálico que hace las veces del bulbo de vidrio. Este termómetro tiene
alta sensibilidad y luego de tres minutos arroja el valor que registró de temperatura
en una pequeña pantalla digital que se encuentra en el extremo libre del
instrumento. La toma de la temperatura se realizó de la siguiente manera:
a) Con el animal sujeto, se le levantó la cola y se introdujo suavemente (salvando
los pliegues anales) el extremo metálico del termómetro antes descrito dentro de
la cavidad anal.
b) Se presionó el botón de encendido y se esperaron tres minutos que es lo que
tarda el instrumento en registrar la temperatura en la pantalla de Litio que se
encuentra en el extremo libre del dispositivo.
1.3. Materiales y Equipo de campo
Vehículo de transporte
Planilla de historial clínico
Estetoscopio marca LINE®
Termómetro de mercurio.
Balde y agua
Botas de caucho
Reloj cronómetro
Ropa de trabajo
Lápiz
Libreta de anotaciones
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1.4. Toma de muestra sanguínea
El procedimiento durante la toma de muestra (sanguínea), fue el siguiente:
a) Los animales fueron seleccionados al azar y sujetados adecuadamente para su
manipulación, más como presentaban mucha intranquilidad se decidió llevarlos a
la manga para tener mejor control y manipulación sobre ellos.
b) Posteriormente se realizó la limpieza y desinfección (agua y alcohol 90%) del
área de punción para obtención de la muestra.
c) Por punción de la vena coccígea se obtuvieron aproximadamente 5ml de
sangre, utilizando jeringas estériles descartables de 5ml con aguja de 21Gx 1½.
(Tamasaukas et al., 2013).
d) El resto de la muestra se depositaba en tubos de ensayo con tapón de hule con
tres gotas de anticoagulante (EDTA) (Sal di potásica del etileno
diaminotetracético) (Tamasaukas et al., 2013).
e) Los tubos con la muestra fueron identificados con el número correspondiente
al animal.
f) Las muestras obtenidas eran almacenadas en una cava pequeña, la cual poseía
en su interior una gradilla para colocar los tubos y geles refrigerantes para asegurar
el resguardo de las muestras hasta el laboratorio de análisis.
g) Las muestras debían ser analizadas antes de las cuatro horas después de ser
tomadas, para garantizar la sobrevivencia de los hematozoarios existentes en ellas.
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2. Metodología de laboratorio
2.1. Técnica de medición de hematocrito
Los eritrocitos, que tienen una densidad específica más elevada, se separan
por medio de centrifugación a gran velocidad de los otros elementos, que aparecen
desde la parte superior hasta el fondo en el siguiente orden:
a) Plasma: capa amarillenta que se separa de las que contiene células.
b) Capa flogística: capa blanca o gris, en ocasiones rojiza.
c) Eritrocitos: capa de color rojo oscuro que se separa de la capa flogística por
medio de una línea obscura producida por la reducción de la hemoglobina del
contacto con los leucocitos. (Schalm, 1964)
2.2. Materiales
Capilares sin heparina
Plastilina
Guantes de látex
Bata de laboratorio
Equipo
Microcentrífuga
Tabla para lectura de microhematócrito
2.3. Metodología
a) Llenar con sangre las ¾ partes (aproximadamente 70 μl) de un tubo capilar
con heparina.
b) Sellar uno de los extremos del tubo capilar con plastilina.
c) Proceder a la identificación del capilar.
d) Colocar el capilar en la centrífuga y centrifugar a 10000 ×g durante 5 minutos
(No olvidar balancear la centrífuga) (Tamasauka et al., 2013). Los capilares fueron
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medidos utilizando una tabla para microhematocrito, y los valores obtenidos se
compararon con los ya establecidos. (Figura 1)
Figura 1. Microcapilar
Fuente: Tamasauka (2015)
2.4. Técnica de frotis sanguíneo
Este método a través de la observación directa del parásito por medio de
microscopio, permite identificar las especies de sus características morfológicas.
Para mejorar la posibilidad de diagnóstico de Hemoparásitos se debe
practicar un frotis de sangre en el mismo momento de la toma de la muestra.
Un frotis delgado y fijado al aire garantiza la permanencia casi indefinida de
los glóbulos rojos parasitados. (Tamasaukas et al., 2013)
a) Identificar la lámina portaobjetos con el número de la muestra.
b) Colocar una pequeña gota en un extremo de la lámina.
c) Colocar otra lámina portaobjetos delante de la gota, manteniéndola en un
ángulo de 25 a 35° y deslícela suavemente hacia la gota hasta que se esparza la
sangre hacia los lados.
d) Llevar la lámina hacia delante con un movimiento sostenido en el mismo
ángulo para que el frotis quede delgado y largo.
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e) Dejarlo secar al aire.
f) Preparar dos frotis por muestra.
g) Empacar las láminas en papel Bond o servilletas separadas por palillos.
Cuando tenga que enviar las muestras refrigeradas no incluya las láminas de
los frotis dentro de la caja ya que la humedad los desprende. Hágalo dentro del
sobre remisorio protegidas entre dos cartones. (Figura 2)
Figura 2. Frotis sanguíneo
2.5. Materiales y reactivos
Portaobjetos y cubreobjetos
Metanol
Agua desmineralizada
Solución Giemsa
Tirro
Papel toalla y Marcador
2.6. Equipo
Bandeja para coloración de láminas
Piseta
Gotero
Microscopio compuesto
Bata de laboratorio
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2.7. Metodología
En el laboratorio los frotis fueron fijados con metanol por 3 minutos, luego
se lavó el exceso con agua desmineralizada. Después se agregó el colorante
Giemsa, por un tiempo de 30 minutos, se eliminó el exceso con agua
desmineralizada y se secó al ambiente. Realizado este proceso se procedió a su
observación directa al microscopio utilizando el método en zigzag, con los
objetivos 40x y 100x.
3. Resultados de la investigación
3.1. Anamnesis
La anamnesis realizada a las unidades biológicas en estudio es del grupo
etario: Becerros destetados y se encuentran en el sistema de producción bovino La
Aurora, municipio El Moralito, Municipio Colón, Zulia, Venezuela. Arrojó los
siguientes resultados:
Rebaño
a) Número de animales en muestra: 10 becerros bovinos (05 machos y 05
hembras).
b) Animales enfermos: aproximadamente 85 en todo el rebaño (42 machos, 43
hembras).
c) Muertos: 00.
Animales en estudio presentaron el siguiente cuadro clínico:
a) De moderada a fuerte infestación con Díptero hematófago (Haematobia
irritans).
b) Temperatura corporal, que osciló entre: (39-40,3ºC) tomada a las 8:00 am.
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c) Frecuencia Respiratoria: (16-22 ciclo nepnea x segundo)
d) Frecuencias Cardiaca: (60-84 latidos x segundo)
e) Secreción nasal serosa bilateral
f) Pérdida de peso progresiva
g) Condición corporal deficiente
h) Pelo hirsuto, seco y quebradizo
i) Piel apergaminada
Adenopatías periféricas. Aumento de volumen de los ganglios pre escapulares,
pre femorales, mandibulares
Aumento del volumen y del número de nódulos hemales: se visualizaron de 7-8
nódulos hemales por unidad animal
Epífora: en la mayoría de los casos bilateral, con secreción fibrino purulenta de la
carúncula lagrimal. En algunos casos (03) se evidenció turbidez de la cámara
anterior del ojo con signo leve de queratitis
Diarrea: abundante, con presencia de gas y moco. En ocasiones se evidenció
restos de fibrina. Los exámenes parasitológicos de las heces fecal fueron negativas
para huevos de helmintos o sus larvas.
Membranas mucosas visibles: coloración de moderada a intensamente pálidas;
con presencia de edema conjuntival bulbar en la mayoría de los casos bilateral y
acúmulo linfoideo focalizado y múltiples (conjuntivitis folicular). En tres de las
hembras se evidenció vulvitis granular. Pulso arterial, parvus et tardus.
Auscultación de ruidos respiratorios y cardiacos considerados dentro de los
patrones normales.
Análisis hematológicos (hematología de rutina): se evidenció; anemia normocita
hipocrómica, (ver gráfico hematocrito y hemoglobina).
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El contaje leucocitario evidencio: Leucocitosis en ocho animales d ellos diez
estudiados, con contajes celulares blancos que oscilaban entre los 13.000-17.500
x ml3.
El contaje blanco diferencial en los análisis efectuados:
a) Evidenció linfocitosis en nueve (n=9) de las diez muestras procesadas (ver
gráfico de)
b) Evidenció neutropenia en nueve (n=9) de las diez (n=10) muestras procesadas
c) Evidenció Eosinofilia en nueve (n=9) de las diez (n=10) muestras procesadas
Diagnostico parasitológico
En ninguna de los test parasitológicos realizados (n=10) se pudo evidenciar
el parasito.
4. Discusión
La tripanosomosis bovina es una patología que causa gran impacto sobre el
desarrollo de la ganadería en las áreas tropicales y sub tropicales del mundo entero;
habiéndose reportado su presencia en Venezuela, desde épocas tan tempranas
como 1920, cuando Tejera, describe por primera vez al hemoflajelado. (Espinoza
et al., 2000; Tamasukas et al., 2010). Así mismo otros investigadores reportan la
presencia del Tryapanosoma spp, en los países limítrofes como Colombia
(Betancur et al., 2016; Zapata et al., 2017); Brasil, (Silva et al., 2009; Osorio et
al., 2009); Guyana Francesa, (Silva et al., 2009). A esto se suma el riesgo latente
de transmisión mecánica a nivel de campo por prácticas de manejo inadecuadas,
debido a la capacidad del parásito de sobrevivir en productos veterinarios
inyectables y transmitirse de forma iatrogénica mediante la reutilización de agujas
y jeringas (Dias et al., 2022).
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En Venezuela, se cita al Trypanosoma vivax, como uno de los agentes
etiológicos (Espinoza et al., 2000; Suarez et al. 2009; Tamasaukas et al., 2010) y
también al Trypanosoma evansi, el cual se considera que causa infección ligera o
sub clínica en equinos, camélidos, bovinos, bufalinos, caprinos, ovinos, caninos y
suinos (Espinoza, 2002).
Una de las principales dificultades para el control de esta patología son los
factores de riesgos asociados de carácter multifactorial, así como, la presencia de
agentes de transmisión de difícil erradicación y la existencia simultanea de
reservorios naturales (Silva et al., 2009; Bentacor et al., 2016). A pesar de ser una
afección históricamente ligada al control de vectores y tratamientos
quimioterapéuticos, investigaciones recientes a nivel molecular buscan el
desarrollo de alternativas inmunoprofilácticas a través de antígenos invariantes
que induzcan inmunidad protectora contra el parásito (Autheman et al., 2021). Así
mismo las fluctuaciones en la parasitemia y en los intervalos aparasitemicos hacen
del control de la tripanosomosis animal un evento dificultoso especialmente en la
fase subpatente de la infección (Anosa et al., 1992). Así como la complejidad
diagnóstica que se acrecienta de manera notable cuando el parásito infecta a
bovinos que cursan con infecciones latentes de otros hemotrópicos (Bastos et al.,
2020).
En la presente investigación los signos clínicos descritos en los animales
objetos del ensayo concuerdan con lo citado por diferentes autores sobre las
características clínicas de las formas crónicas de la tripanosomosis (Espinoza et
al., 2000; González y Melendez, 2007; García et al., 2009; Tamasaukas et al.,
2010). Esta configuración clínica está asociada al stress oxidativo, que se presenta
en esta patología, y a los estados crípticos descrito por varios autores (Espinoza et
al., 2000; Espinoza et al., 2002; García et al., 2006). La anemia, rasgo consistente
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de la tripanosomosis es principalmente debida al hemolisis intravascular
acompañada con hemodilución compensatoria y posiblemente dyseritropoyesis
(Anosa et al., 1992).
La sensibilidad de las técnicas parasitológicas puede variar de muy alta en
la infección temprana o precoz —cuando los animales son incapaces de controlar
la parasitemia— a baja en infecciones crónicas, donde la parasitemia es
sumamente reducida y transitoria. Esta sensibilidad llega a ser nula en situaciones
de portadores sanos, donde los hospedadores mantienen al parásito en niveles
subpatentes en el torrente sanguíneo o se refugian en focos extravasculares. Este
fenómeno de persistencia silenciosa se sustenta en los hallazgos de Rodrigues et
al. (2015), quienes demostraron que ciertos animales actúan como portadores
asintomáticos capaces de perpetuar la transmisión en entornos semiáridos y
tropicales.
Biológicamente, esta condición se asocia a la notable capacidad de T. vivax
para colonizar tejidos específicos y alterar el perfil metabólico del hospedador
mediante biomarcadores plasmáticos (Getahun et al., 2022), así como invadir
activamente el tejido adiposo, el cual funciona como un reservorio tisular crítico
para evadir la respuesta inmune vascular durante las fases crónicas (Machado et
al., 2021). A nivel poblacional la sensibilidad de las técnicas de detección del
parasito pueden ser altas durante brotes epizoóticos per, también, pueden ser baja
o muy bajas en áreas de estabilidad enzootica donde la mayoría de los animales
están en los estados subclínicos o crónicos de la enfermedad (Desquesnes et al.,
2022).
Las pruebas de detección parasitológicas tienen diferentes sensibilidades
analíticas (la sensibilidad analítica es la cantidad de parásitos detectables más
pequeña, generalmente medida como el número de parásitos por mililitro de
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sangre). La sensibilidad analítica puede ser calculada con relación a un valor de
parasitemia dado. La sensibilidad de una prueba de campo, la cual es la
probabilidad de obtener un resultado positivo mediante una técnica diagnóstica en
un animal infectado dependerá del estado de infección, la especie del parasito, la
susceptibilidad de huésped y deberá ser recalculada en las poblaciones estudiadas
(Desquesnes, 2017).
Los resultados obtenidos en el presente proyecto coinciden en su totalidad
con lo descrito en la literatura veterinaria mundial sobre la baja sensibilidad de las
pruebas de detección parasitológicas convencionales y la marcada falta de
correlación que existe entre estas y los signos clínicos de las fases crónicas de la
tripanosomosis, los cuales se consideran altamente inespecíficos y de difícil
diagnóstico diferencial frente a otras patologías hemolíticas.
Conclusión
Del análisis efectuado, se concluye: a) realizar pruebas de mayor
sensibilidad y especificidad analítica ante las limitaciones de las técnicas
parasitológicas convencionales en fases crónicas o subclínicas, como lo son la
Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) o el Ensayo por Inmunoabsorción
Ligado a Enzimas (ELISA) para identificar certeramente las especies de
Trypanosoma spp. circulantes en el fundo, b) disminuir y controlar los vectores
mediante el uso frecuente y la aplicación estratégica de mosquicidas y
garrapaticidas, mitigando así las tasas de inoculación en el rebaño, c) estandarizar
y exigir el estricto cumplimiento de protocolos de medidas preventivas como el
tiempo de cuarentena y la evaluación diagnóstica pre-ingreso en los animales que
se incorporan al rebaño provenientes de otros fundos para salvaguardar el estatus
sanitario de la explotación, dado que constituyen una ventana crítica de
diseminación, d) eliminar los sitios de crianza de larvas de moscas bravas y
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tábanos (heces contaminadas y acumuladas o ensilaje acumulado y húmedo con
orina), atendiendo a las deficiencias en el manejo de subproductos orgánicos y
reconociendo el rol crítico que desempeñan estos dípteros en la transmisión
mecánica y diseminación de patógenos en el ganado (Baldacchino et al., 2013), e)
la utilización de drogas tripanocidas (principalmente diaceturato de diminaceno y
clorhidrato de isometamidium); Diminaceno que puede ser: Antripol, Babenil,
Ganaseg o Diminaceno 7% a la dosis de 5ml/100kg por vía IM o Bromuro de
Homidio Ethidium 2.5% a la dosis de 4ml/100kg vía IM sigue siendo la principal
herramienta de choque en la lucha contra este parásito hemotrópico.
Bajo este escenario, la evaluación y comparación continua de la eficacia de
estos fármacos en condiciones controladas de campo resulta fundamental para
monitorear la respuesta terapéutica, detectar a tiempo fenómenos de resistencia y
mitigar fallas severas en el tratamiento del ganado infectado (Bastos et al., 2020a).
Recomendaciones
Es recomendable garantizar tanto el alimento como el agua para que los
animales alcancen una buena condición corporal ya que los animales en buena
condición física y con buena alimentación se recuperan más rápidamente después
del tratamiento tripanocida que aquellos con pobre condición corporal y que tienen
que recorrer grandes distancias para obtener alimento o agua.
Es muy importante la utilización de agujas individuales cuando se realizan
labores de manejo en masa (vacunaciones, desparasitaciones, tomas de muestra de
sangre, entre otras) para evitar la transmisión mecánica de esta patología,
considerando el alto riesgo de diseminación iatrogénica del parásito y su capacidad
de viabilidad en insumos veterinarios (Dias y col, 2022).
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Conforme a lo estipulado en el Código de ética y buenas prácticas publicado en
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Editorial que no tiene situaciones que representen conflicto de interés real,
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en relación con su publicación. De igual manera, declara que el trabajo es original,
no ha sido publicado parcial ni totalmente en otro medio de difusión, no se
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La autora declara que en la preparación de este manuscrito no utilizó herramientas
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